Untersuchungen zum Herbizidstress in Zuckerrüben mit drei feldtauglichen optischen Sensoren und Methoden der Bildanalyse | Studies on herbicide stress in sugar beet with three field applicable optical sensors and methods of image analysis

Die am weitesten verbreitete Strategie zur Unkrautbekämpfung in Zuckerrüben basiert auf der wiederholten Applikation von Herbizidmischungen im Nachauflauf der Kultur. Aufgrund der eingeschränkten Selektivität der Herbizide werden dabei auch das Wachstum und die Entwicklung der Zuckerrüben beeinträchtigt. Die durch Herbizidstress verursachten Ertragsverluste werden auf etwa 5-15% geschätzt. Durch den Einsatz von optischen Sensoren ist es möglich, herbizidbedingte Stressreaktionen in der Reflexion, der Fluoreszenz und der Chlorophyllfluoreszenzkinetik nichtdestruktiv zu erfassen. Um die Anwendbarkeit von drei optischen Sensoren zur Untersuchung von Herbizidstress zu bewerten und den Einfluss von praxisüblichen Herbiziden und Herbizidmischungen auf die Zuckerrübe zu untersuchen, wurde an der Universität Hohenheim ein Gefäßversuch im Freiland angelegt. Dabei wurden handelsübliche Produkte mit den Wirkstoffen Metamitron, Phenmedipham, Desmedipham, Chloridazon, Ethofumesat, Triflusulfuron-methyl und Dimethenamid-P eingesetzt. Die Applikation der Herbizidprodukte erfolgte einzeln oder als Bestandteil von fünf Herbizidmischungen im Keimblatt- (BBCH 10), 2-Blatt- (BBCH 12) oder 4- bis 6-Blatt-Stadium (BBCH 14/16) der Zuckerrüben. Die resultierende Stressreaktion wurde mit drei optischen Sensoren verfolgt: Bildaufnahmen einer Digitalkamera (Canon EOS 1000D) dienten zur Bestimmung der Blattdeckungsfläche, der Blattform und Blattfarbe. Aus den wiederholten Messungen wurde ein Wachstumsindex berechnet. Messungen mit einem multispektralen Fluorometer (FORCE-A MULTIPLEX®) dienten zur Bestimmung der Blaugrün-, Rot- und Dunkelrotfluoreszenz sowie der Berechnung mehrerer Fluoreszenzindizes. Mit einer tragbaren Chlorophyllfluoreszenzkamera (WALZ IMAGING-PAM) wurde nach der Herbizidapplikation täglich die maximale Quanteneffizienz (Fv/Fm) ermittelt. Vier beziehungsweise zwei Wochen nach der jeweiligen Applikation wurde die Trockenmasse der Versuchspflanzen bestimmt. Der Versuch wurde für alle Herbizidvarianten und für jeden er drei Applikationstermine mit fünf Mitscherlichgefäßen wiederholt. Jedes der Versuchsgefäße enthielt durchschnittlich vier Zuckerrüben. Anhand der Bildaufnahmen der Digitalkamera ließ sich die Wachstumsreduktion der Blattdeckungsfläche nach Applikation von Wirkstoffmischungen mit Phenmedipham, Desmedipham und Ethofumesat erfassen. Mit steigendem Gehalt an weiteren Wirkstoffen nahm die Stressreaktion zu. Unterschiede zwischen den Herbizidvarianten wurden wenige Tage nach der Applikation deutlich. Die Ergebnisse korrelierten mit der Gesamttrockenmasse der Versuchspflanzen. Unterschiede in der Blattform wiesen auf einen Entwicklungsrückstand der herbizidbehandelten Pflanzen hin. Der zeitweise höhere Rotanteil in der Blattfarbe ließ sich auf eine Abnahme des Chlorophyllgehalts zurückführen. Mit dem FORCE-A MULTIPLEX® ließ sich 1-2 Tage nach der Applikation ein Anstieg der Rot- und Dunkelrotfluoreszenz, nicht aber der Blaugrünfluoreszenz bei Herbizidvarianten mit den oben genannten Wirkstoffen ermittelt. Das Entwicklungsstadium und die Blattdeckungsfläche der Zuckerrüben beeinflussten die Chlorophyllfluoreszenz, sodass trotz großer Unterschiede zur Kontrollgruppe keine Quantifizierung der Stressreaktion zwischen den Herbizidvarianten möglich war. Durch die Messung der maximalen Quanteneffizienz (Fv/Fm) mit der WALZ IMAGING-PAM Chlorophyllfluoreszenzkamera wurden frühere Untersuchungen zum Verlauf der Stressreaktion nach Applikation von PSII-Inhibitoren in Zuckerrüben bestätigt. Auf eine starke Abnahme von Fv/Fm innerhalb eines Tages folgte eine Wiederaufnahme der photosynthetischen Effizienz innerhalb von zehn Tagen. Anhand der Intensität und Dauer der Stressreaktion ließen sich quantitative Unterschiede zwischen den verschiedenen Herbizidvarianten mit PSII-Inhibitoren feststellen. Die photochemische Stressreaktion nahm von Produkten mit Metamitron über Chloridazon über Phenmedipham und Desmedipham und bei den Herbizidmischungen mit steigendem Gehalt an PSII-Inhibitoren abhängig von der Formulierung zu. Die Witterung hatte eine größere Bedeutung für die Stressreaktion als das Entwicklungsstadium der Zuckerrüben. Berichte von einer stärkeren Stressreaktion nach Niederschlägen und bei geringen Temperaturen wurden innerhalb dieser Untersuchung bestätigt. Unterschiede in der Stressreaktion zwischen Keim- und Laubblättern ließen sich durch eine höhere Wirkstoffaufnahme in jüngeren Blättern erklären. Der Einfluss von anderen Herbiziden, Mischungen, Dosierungen und Formulierungen auf die Stressreaktion in Zuckerrüben muss in weiteren Untersuchungen geklärt werden. Der komplexe Zusammenhang zwischen Entwicklungsstadium, Witterung und Herbizidstress ließe sich anhand von systematischen Feldversuchen erfassen. Zur Bestimmung der Stressreaktion könnten die vorgestellten optischen Sensoren mit unterschiedlichen Vor- und Nachteilen eingesetzt werden.

Weed management in sugar beets is based on the repeated use of herbicide mixtures after crop emergence. Due to the limited selectivity of active ingredients, herbicide treatments not only control the weeds but will reduce the growth of sugar beets also. Yield losses due to herbicide stress are expected to range between 5-15%. Using optical sensors is a nondestructive method to assess changes in reflection, leaf fluorescence or chlorophyll fluorescence kinetics induced by herbicides. To evaluate the applicability of three optical sensors for assessing herbicide stress and to measure the influence of herbicides and herbicide mixtures on sugar beets, a pot experiment was performed at the University of Hohenheim, Germany. Sugar beets were grown under natural light and temperature conditions and treated with the active ingredients metamitron, phenmedipham, desmedipham, ethofumesate, triflusulfuron-methyl and dimethenamid-P in their commercially available formulation and practical dosage. In total five single herbicides as well as five different herbicide mixtures were applied in the cotyledon stage (EC 10), the two-leaf stage (EC 12) or the four- to six-leaf stage (EC 14/16) of sugar beets. Stress reactions were monitored with three optical sensors: Images of a digital camera (Canon EOS 1000D) were used to determine leaf coverage area, plant shape and leaf color. Measurements were performed about every second day and a growth index had been calculated. A multispectral fluorometer (FORCE-A MULTIPLEX®) was used to detect the blue-green fluorescence, red fluorescence and far-red fluorescence and to calculate fluorescence indices. A portable imaging sensor of chlorophyll fluorescence kinetics (WALZ IMAGING PAM) was used on a daily basis to determine changes in the maximum quantum efficacy (Fv/Fm) induced by herbicide treatments. Four respectively two weeks after the treatment sugar beets were harvested for dry matter analysis. For each of the herbicide treatments and for each of the three application dates five Mitscherlich pots were used for replication. Each pot had about four sugar beet plants. Based on digital imaging it was possible to measure leaf coverage area and determine growth depressions induced by herbicide treatments containing mixtures of the active ingredients phenmedipham, desmedipham and ethofumesate. Herbicide mixtures with more active ingredients increased the stress reaction of sugar beets. Differentiation between untreated plants and sugar beets treated with different herbicides or mixtures was possible a few days after application. Results were correlated with dry matter. Changes in plant shape parameters indicated a delayed development of herbicide treated plants. Higher red content of leaf color was attributed to a relative loss of chlorophyll. Measurements with the FORCE-A MULTIPLEX® fluorometer detected an increase in red and far-red fluorescence but not blue-green fluorescence within 1-2 days after treatments with the aforementioned mixture of active ingredients. About the same trends were found at all application dates. Most fluorescence values were affected by growth stage and leaf area of sugar beets. Thus, although differences between treated and untreated plants were strong, it was not possible to discriminate between stress reactions on different herbicide treatments. Based on the maximum quantum efficacy (Fv/Fm) measured with the WALZ IMAGING-PAM chlorophyll fluorescence sensor previous studies, describing the time course of stress reaction on application of PSII-inhibitors in sugar beets were confirmed. After a strong decrease of Fv/Fm within one day, recovery to the initial value was observed within ten days. Quantification of herbicide stress induced by PSII-inhibitors was possible due to different intensities and durations of the stress reaction. Photochemical stress response to treatments with metamitron or chloridazon was lower than with products containing phenmedipham or desmedipham. Stress reaction on herbicide mixtures not only depended on content of PSII-inhibitors but also on formulation. Weather conditions were more important than the sugar beet development stage considering the stress reaction. Observations from previous studies, indicating an increase in herbicide stress after precipitation and at low temperatures, were also confirmed in this study. Differences in stress reactions of cotyledons and first true leaves can be explained by a higher uptake of herbicides in young tissues. The influence of other herbicides, mixtures, dosages and formulations on herbicide stress in sugar beets has to be further investigated. Moreover the complex interrelations between sugar beet development stage, weather conditions and stress reaction could only be investigated in systematic field trials. For the measurement of stress reactions on herbicides the described optical sensors and methods can be used, each having different advantages and disadvantages.