Мета. Введення в культуру in vitro та одержання калюсів із зрілих зародків 3 зразків пшениці спельти та порівняння ефективності їхнього калюсогенезу із 2 зразками пшениці м’якої. Методи. Для проведення цього дослідження було обрано 5 зразків гексаплоїдної пшениці: 3 – спельти та 2 – пшениці м’якої. Стерилізацію зерна проводили 96% етиловим спиртом та 5% розчином гіпохлориту натрію. Для уведення в культуру in vitro експлантами брали зрілі зародки. Для калюсогенезу використали три типи живильних середовищ Мурасіге і Скуга (МS) з різним компонентним складом. Експланти культивували в темряві 21 добу. Результати. Підібрано оптимальні умови для індукції культури тканин Triticum spelta L. та T. aestivum L. із зрілих зародків. Отримані з різних зразків калюси, які вирощували на трьох типах модифікованого живильного середовища МS, не відрізнялись між собою морфологічно. У сортів спельти ‘Європа’ і пшениці м’якої ‘Бунчук’ та ‘Елегія Миронівська’ незалежно від складу середовища спостерігали високу ефективність калюсоутворення, у той час як на експлантах спельти сорту ‘Зоря України’ відбувалось повільне формування калюсу.Висновки. З експлантів зрілих зародків отримано культуру тканин 3 зразків спельти та 2 зразків пшениці м’якої. Встановлено, що найефективнішими для калюсоутворення з експлантів зрілих зародків пшениці м’якої та спельти було живильне середовище MS з 3% сахарози, доповнене 2 мг/л 2,4-Д, 10 мл/л арґентумом нітрату. Ефективність калюсогенезу на 21 добу культивування, залежно від зразка, варіювала в межах 80,2–100,0%. Досліджувані зразки відрізнялись між собою за здатністю формувати калюси на живильних середовищах із різним компонентним складом. | Purpose. Introduction to in vitro culture and obtaining of callus from mature embryos of 3 spelt samples and comparing the effectiveness of their callusogenesis with 2 soft wheat samples. Methods. Five samples of hexaploid wheat (three of spelt and two of soft wheat) were taken for experiments. Surface sterilization of grains was carried out in 96% ethanol and 5% sodium hypochlorite solution. Mature embryos were used as explants. Three types of MS culture media with different component compositions were used for callusogenesis. Explants were cultivated in the dark for 21 days. Results. The optimal conditions for the induction of tissue culture of Triticum spelta L. and T. aestivum L. from mature embryos were selected. Received calli from different samples, which were grown on three types of culture media MS, did not differ morphologically from each other. A genetic predisposition to callus formation was observed for specimens of ‘Evropa’ spelt variety and soft wheat ‘Bunchuk’ and ‘Elehiia Myronivska’ wheat samples regardless of the composition of the MS medium, while callus formation was slow on the explants of ‘Zoria Ukrainy’ cultivar. Conclusions. A tissue culture of 3 spelt samples and 2 soft wheat samples was obtained using mature embryos as explants. It was found that a nutrient medium containing 3% sucrose and supplemented with 2 mg/L 2,4-D, 10 ml/L silver nitrate was the most effective for callus formation from mature germ explants of soft wheat and spelt. The efficiency of the calluso­genesis on the 21st day of cultivation, depending on the sample, varied in the range of 80.2–100.0%. The studied samples differed among themselves in their ability to form calli on nutrient media with different component composition. The efficiency of spelt callusogenesis was first studied in Ukraine. | Цель. Введение в культуру in vitro и получение каллюса от зрелых зародышей 3 образцов спельты и сравнение эффективности их каллюсогенеза с 2 образцами пшеницы мягкой. Методы. Для работы взяты 5 образцов гексаплоидной пшеницы – 3 спельты и 2 пшеницы мягкой. Поверхностную стерилизацию зерна проводили в 96% этиловом спирте и 5% растворе гипохлорита натрия. В качестве эксплантов использовализрелые зародыши. Для калюсогенеза использовали три типа питательных сред МS с различным компонентным составом. Экспланты культивировали в темноте 21 день. Результаты. Подобраны оптимальные условия для индукции культуры тканей Triticum spelta L. и T. aestivum L. из зрелых зародышей. Полученные каллюсы из разных образцов, которые выращивали на трех типах питательных сред МS, не отличались между собой морфологически. Наблюдали генетическую предрасположенность к каллюсообразованию образцов спельты сорта ‘Європа’ и пшеницы мягкой сортов ‘Бунчук’ и ‘Елегія Миронівська’ независимо от состава среды MS в то время, как на эксплантах спельты сорта ‘Зоря України’ происходило медленное формирование каллюса. Выводы. Получено культуру тканей 3 образцов спельты и 2 образцов пшеницы мягкой с использованием в качестве эксплантов зрелых зародышей. Установлено, что наиболее эффективной для каллюсообразования из эксплантов зрелых зародышей пшеницы мягкой и спельты была питательная среда, дополненная 2 мг/л 2,4-Д, 10 мл/л нитрата серебра и содержащая 3% сахарозы. Среднее значение эффективности каллюсогенеза при этом составляло 80,2–100,0% на 21 сутки выращивания. Исследуемые образцы отличались между собой способностью формировать каллюс на питательных средах с различным компонентным составом. Впервые в Украине исследована эфективность каллюсогенеза спельты.

Мета. Визначити оптимальні строки відбору експлантів, підібрати стерилізуючі агенти та режими стерилізації, а також поживне середовище для введення в культуру in vitro нових перспективних сортів вишні (Prunus cerasus L.) та черешні (Prunus avium L.). Методи. У процесі роботи застосовано методику клонального мікророзмноження рослин і статистичні обробки експериментальних даних.Результати. Встановлено оптимальний строк відбору експлантів, тривалість експозиції при стерилізації, оптимальний склад поживного середовища на першому етапі мікроклонального розмноження. Для визначення оптимального режиму стерилізації та стерилізуючого препарату використовували 0,1% розчин хлориду ртуті та 3% розчин препарату «Лізоформін 3000» з експозицією стерилізації 5, 6 та 7 хвилин. Найбільший вихід стерильних експлантів як для вишні сорту ‘Ксенія’, так і для черешні сорту ‘Василиса прекрасна’ отримали при експозиції стерилізації 7 хв для обох стерилізуючих агентів. При використанні 0,1% розчину хлориду ртуті цей показник був вищий, ніж при стерилізації 3% розчином препарату «Лізоформін 3000» – 71 і 99% відповідно.Висновки. На ефективність стерилізації та  введення в культуру in vitro експлантів вишні ‘Ксенія’ і черешні ‘Василиса прекрасна’ впливали тривалість стерилізації, час відбору експлантів, фітосанітарний стан маточної рослини, склад поживного середовища. 0,1% розчин хлориду ртуті при експозиції 7 хв був найефективнішим при отриманні асептичної культури з експлантів, вилучених з донорних рослин у стані спокою при пророщуванні бруньок у контрольованих умовах. Використання препарату «Лізоформін 3000» в концентрації 3% впродовж 6–7 хв при стерилізації експлантів досліджуваних культур сприяло їхній кращій приживлюваності на середовищі. Оптимальним за складом поживним середовищем для культивування експлантів вишні ‘Ксенія’ було середовище з додаванням соку алое, а для черешні ‘Василиса прекрасна’ – MS + флороглюцинол. Найвищу ефективність стерилізації (99% у сорту ‘Василиса прекрасна’ та 71% у сорту ‘Ксенія’) отримали за використання 0,1% HgCl2  в експозиції 7 хв. При використанні препарату «Лізоформін 3000» за такої ж експозиції стерилізації цей показник становив 83 та 52% відповідно до культури. Виходячи з цього можна рекомендувати використовувати препарат «Лізоформін 3000» у 3% концентрації з експозицією 7 хв для стерилізації кісточкових культур | Purpose. Determine the optimal timing of explant selection, select sterilizing agents and sterilization regimens, as well as the nutrient medium for the introduction of new perspective varieties of sour cherries (Prunus cerasus L.) and cherries (Prunus avium L.) into in vitro culture. Methods. During the work the method of clonal micropropagation of plants and statistical processing of experimental data were applied.Results. The optimal term of explants selection , the duration of exposure during sterilization, the optimal composition of the nutrient medium at the first stage of microclonal reproduction were determined. A 0.1% solution of mercuric chloride and a 3% solution of “Lizoformin 3000” with exposure to sterilization of 5, 6 and 7 minutes were used to determine the optimal sterilization and sterilizing regimen. The highest yield of sterile explants for both ‘Kseniia’ sour cherries and ‘Vasylysa prekrasna’ cherries was obtained with a 7 min sterilization exposure for both sterilizing agents. When using a 0.1% solution of mercury chloride, this figure was higher than in the sterilization with 3% solution of the preparation “Lizoformin 3000” – 71 and 99%, respectively.Conclusions. The efficiency of sterilization and the introduction into in vitro culture of sour cherries ‘Kseniia’ and cherries ‘Vasylysa prekrasna’ explants were influenced by the duration of sterilization, the time of selection of explants, the phytosanitary state of the mother plant, the composition of the nutrient medium. A 0.1% solution of mercuric chloride at 7 min exposure was the most effective in obtai­ning aseptic culture from explants removed from donor plants at rest when sprouting buds under controlled conditions. The use of the preparation “Lizoformin 3000” at a concentration of 3% for 6–7 min while sterilizing explants of the studied cultures contributes to their better survival in the environment. The optimal nutrient medium for the cultivation of sour cherry ‘Kseniia’ explants is the medium with the addition of aloe juice, and for cherries ‘Vasylysa prekrasna’ – MS + phloroglucinol. The highest sterilization efficiency (99% in ‘Vasylysa prekrasna’ and 71% in ‘Kseniia’) was obtained using 0.1% HgCl2 in 7 min exposure. When using the preparation “Lizoformin 3000” with the same sterilization exposure, this indicator was 83 and 52%, respectively. Therefore, we can recommend the use of the prepa­ration “Lizoformin 3000” at 3% concentration with an exposure of  7 min for sterilization of stone cultures | Цель. Определить оптимальные сроки отбора эксплантов, подобрать стерилизующие агенты и режимы стерилизации, а также питательную среду для введения в культуру in vitro новых перспективных сортов вишни (Prunus cerasus L.) и черешни (Prunus avium L.).Методы. В процессе работы применена методика клонального микроразмножения растений и статистические обработки экспериментальных данных.Результаты. Установлен оптимальный срок отбора эксплантов, продолжительность экспозиции при стерилизации, оптимальный состав питательной среды на первом этапе микроклонального размножения. Для определения оптимального режима стерилизации и стерилизующего препарата использовали 0,1% раствор хлорида ртути и 3% раствор препарата «Лизоформин 3000» с экспозицией стерилизации 5, 6 и 7 минут. Наибольший выход стерильных эксплантов как для вишни сорта ‘Ксения’, так и для черешни сорта ‘Василиса прекрасна’ получили при экспозиции стерилизации 7 мин для обоих стерилизующих агентов. Но при использовании 0,1% раствора хлорида ртути этот показатель был выше, чем при стерилизации 3% раствором препарата «Лизоформин 3000» – 71 и 99%, соответственно.Выводы. На эффективность стерилизации и введения в культуру in vitro эксплантов вишни ‘Ксения’ и черешни ‘Василиса прекрасна’ влияли продолжительность стерилизации, время отбора эксплантов, фитосанитарное состояние маточного растения, состав питательной среды. 0,1% раствор хлорида ртути при экспозиции 7 мин был наиболее эффективен при получении асептической культуры с эксплантов, изъятых из донорных растений в состоянии покоя при проращивании почек в контролируемых условиях. Использование препарата «Лизоформин 3000» в концентрации 3% в течение 6–7 мин при стерилизации эксплантов исследуемых культур способствовало их лучшей приживаемости на среде. Оптимальной по составу питательной средой для культивации эксплантов вишни ‘Ксения’ была среда с добавлением экстракта алоэ, а для черешни ‘Василиса прекрасна’ – MS + флороглюцинол. Самая высокая эффективность стерилизации (99% у сорта ‘Василиса прекрасна’ и 71% у сорта ‘Ксения’) получена при использовании 0,1% HgCl2 в экспозиции 7 мин. При использовании препарата «Лизоформин 3000» при такой же экспозиции стерилизации этот показатель составлял 83 и 52% соответственно к культуре. Исходя из этого можно рекомендовать использовать препарат «Лизоформин 3000» в 3% концентрации с экспозицией 7 мин для стерилизации косточковых культур.