Мета. Визначити оптимальні строки відбору експлантів, підібрати стерилізуючі агенти та режими стерилізації, а також поживне середовище для введення в культуру in vitro нових перспективних сортів вишні (Prunus cerasus L.) та черешні (Prunus avium L.). Методи. У процесі роботи застосовано методику клонального мікророзмноження рослин і статистичні обробки експериментальних даних.Результати. Встановлено оптимальний строк відбору експлантів, тривалість експозиції при стерилізації, оптимальний склад поживного середовища на першому етапі мікроклонального розмноження. Для визначення оптимального режиму стерилізації та стерилізуючого препарату використовували 0,1% розчин хлориду ртуті та 3% розчин препарату «Лізоформін 3000» з експозицією стерилізації 5, 6 та 7 хвилин. Найбільший вихід стерильних експлантів як для вишні сорту ‘Ксенія’, так і для черешні сорту ‘Василиса прекрасна’ отримали при експозиції стерилізації 7 хв для обох стерилізуючих агентів. При використанні 0,1% розчину хлориду ртуті цей показник був вищий, ніж при стерилізації 3% розчином препарату «Лізоформін 3000» – 71 і 99% відповідно.Висновки. На ефективність стерилізації та  введення в культуру in vitro експлантів вишні ‘Ксенія’ і черешні ‘Василиса прекрасна’ впливали тривалість стерилізації, час відбору експлантів, фітосанітарний стан маточної рослини, склад поживного середовища. 0,1% розчин хлориду ртуті при експозиції 7 хв був найефективнішим при отриманні асептичної культури з експлантів, вилучених з донорних рослин у стані спокою при пророщуванні бруньок у контрольованих умовах. Використання препарату «Лізоформін 3000» в концентрації 3% впродовж 6–7 хв при стерилізації експлантів досліджуваних культур сприяло їхній кращій приживлюваності на середовищі. Оптимальним за складом поживним середовищем для культивування експлантів вишні ‘Ксенія’ було середовище з додаванням соку алое, а для черешні ‘Василиса прекрасна’ – MS + флороглюцинол. Найвищу ефективність стерилізації (99% у сорту ‘Василиса прекрасна’ та 71% у сорту ‘Ксенія’) отримали за використання 0,1% HgCl2  в експозиції 7 хв. При використанні препарату «Лізоформін 3000» за такої ж експозиції стерилізації цей показник становив 83 та 52% відповідно до культури. Виходячи з цього можна рекомендувати використовувати препарат «Лізоформін 3000» у 3% концентрації з експозицією 7 хв для стерилізації кісточкових культур | Purpose. Determine the optimal timing of explant selection, select sterilizing agents and sterilization regimens, as well as the nutrient medium for the introduction of new perspective varieties of sour cherries (Prunus cerasus L.) and cherries (Prunus avium L.) into in vitro culture. Methods. During the work the method of clonal micropropagation of plants and statistical processing of experimental data were applied.Results. The optimal term of explants selection , the duration of exposure during sterilization, the optimal composition of the nutrient medium at the first stage of microclonal reproduction were determined. A 0.1% solution of mercuric chloride and a 3% solution of “Lizoformin 3000” with exposure to sterilization of 5, 6 and 7 minutes were used to determine the optimal sterilization and sterilizing regimen. The highest yield of sterile explants for both ‘Kseniia’ sour cherries and ‘Vasylysa prekrasna’ cherries was obtained with a 7 min sterilization exposure for both sterilizing agents. When using a 0.1% solution of mercury chloride, this figure was higher than in the sterilization with 3% solution of the preparation “Lizoformin 3000” – 71 and 99%, respectively.Conclusions. The efficiency of sterilization and the introduction into in vitro culture of sour cherries ‘Kseniia’ and cherries ‘Vasylysa prekrasna’ explants were influenced by the duration of sterilization, the time of selection of explants, the phytosanitary state of the mother plant, the composition of the nutrient medium. A 0.1% solution of mercuric chloride at 7 min exposure was the most effective in obtai­ning aseptic culture from explants removed from donor plants at rest when sprouting buds under controlled conditions. The use of the preparation “Lizoformin 3000” at a concentration of 3% for 6–7 min while sterilizing explants of the studied cultures contributes to their better survival in the environment. The optimal nutrient medium for the cultivation of sour cherry ‘Kseniia’ explants is the medium with the addition of aloe juice, and for cherries ‘Vasylysa prekrasna’ – MS + phloroglucinol. The highest sterilization efficiency (99% in ‘Vasylysa prekrasna’ and 71% in ‘Kseniia’) was obtained using 0.1% HgCl2 in 7 min exposure. When using the preparation “Lizoformin 3000” with the same sterilization exposure, this indicator was 83 and 52%, respectively. Therefore, we can recommend the use of the prepa­ration “Lizoformin 3000” at 3% concentration with an exposure of  7 min for sterilization of stone cultures | Цель. Определить оптимальные сроки отбора эксплантов, подобрать стерилизующие агенты и режимы стерилизации, а также питательную среду для введения в культуру in vitro новых перспективных сортов вишни (Prunus cerasus L.) и черешни (Prunus avium L.).Методы. В процессе работы применена методика клонального микроразмножения растений и статистические обработки экспериментальных данных.Результаты. Установлен оптимальный срок отбора эксплантов, продолжительность экспозиции при стерилизации, оптимальный состав питательной среды на первом этапе микроклонального размножения. Для определения оптимального режима стерилизации и стерилизующего препарата использовали 0,1% раствор хлорида ртути и 3% раствор препарата «Лизоформин 3000» с экспозицией стерилизации 5, 6 и 7 минут. Наибольший выход стерильных эксплантов как для вишни сорта ‘Ксения’, так и для черешни сорта ‘Василиса прекрасна’ получили при экспозиции стерилизации 7 мин для обоих стерилизующих агентов. Но при использовании 0,1% раствора хлорида ртути этот показатель был выше, чем при стерилизации 3% раствором препарата «Лизоформин 3000» – 71 и 99%, соответственно.Выводы. На эффективность стерилизации и введения в культуру in vitro эксплантов вишни ‘Ксения’ и черешни ‘Василиса прекрасна’ влияли продолжительность стерилизации, время отбора эксплантов, фитосанитарное состояние маточного растения, состав питательной среды. 0,1% раствор хлорида ртути при экспозиции 7 мин был наиболее эффективен при получении асептической культуры с эксплантов, изъятых из донорных растений в состоянии покоя при проращивании почек в контролируемых условиях. Использование препарата «Лизоформин 3000» в концентрации 3% в течение 6–7 мин при стерилизации эксплантов исследуемых культур способствовало их лучшей приживаемости на среде. Оптимальной по составу питательной средой для культивации эксплантов вишни ‘Ксения’ была среда с добавлением экстракта алоэ, а для черешни ‘Василиса прекрасна’ – MS + флороглюцинол. Самая высокая эффективность стерилизации (99% у сорта ‘Василиса прекрасна’ и 71% у сорта ‘Ксения’) получена при использовании 0,1% HgCl2 в экспозиции 7 мин. При использовании препарата «Лизоформин 3000» при такой же экспозиции стерилизации этот показатель составлял 83 и 52% соответственно к культуре. Исходя из этого можно рекомендовать использовать препарат «Лизоформин 3000» в 3% концентрации с экспозицией 7 мин для стерилизации косточковых культур.

Purpose. Developing technology for clonal micropropagation of peppermint (Mentha piperita L.) plants of Ukrainian breeding based on the complex of methods of isolated tissue and organ culture in vitro. Methods. During the experiment, such methods as isolated tissue and organ culture in vitro, clonal micropropagation, detached scion grafting, chemotherapy with adding of virucide Ribavirin to the nutrient medium, biometric and statistical ones were used. Results. The stepped procedure of sterilization that we have developed allows to receive 88–100% of sterile explants. For M. piperita L. introduction into culture and clonal micropropagation, Murashige and Skoog (MS) nut­rient medium appeared to be optimal supplemented with 6-benzylaminopurine (0.75 mg/l), adenine (0.05 mg/l), indole-3-acetic acid (IAA) (0.05 mg/l) and gibberellic acid (0.5 mg/l) on which the reproduction ratio on the 28th day ranged between 1:7 and 1:15. For recovery of plants from viral infection, virucide Ribavirin at concentration of 10 mg/l was added to the nutrient medium. The proposed nutrient medium for rhizogenesis, that contained IAA (0.5 mg/l) and indole butyric acid (IBA) (0.5 mg/l), allows to obtain the frequency of rhizogenesis up to 84–100%. Regenerated plants were adapted to the conditions in vivo on substrate peat : universal soil : perlite : sand in the ratio 2:1:1:1. The survival rate for peppermint varieties amounted to 96–100%. Conclusions. Biotechnological scheme was developed that permits to get healthy, purebred planting material and intensively propagate plants for supplying breeding programs of the Experimental Station for Medicinal Plants of the Institute of Agroecology and Environmental Management of the National Academy of Agrarian Sciences of Ukraine, among which such varieties as ‘Lebedyna pisnia’ and ‘Ukrainska pertseva’ were selected as the most promising for clonal micropropagation.

Purpose. Developing technology for clonal micropropagation of peppermint (Mentha piperita L.) plants of Ukrainian breeding based on the complex of methods of isolated tissue and organ culture in vitro. Methods. During the experiment, such methods as isolated tissue and organ culture in vitro, clonal micropropagation, detached scion grafting, chemotherapy with adding of virucide Ribavirin to the nutrient medium, biometric and statistical ones were used. Results. The stepped procedure of sterilization that we have developed allows to receive 88–100% of sterile explants. For M. piperita L. introduction into culture and clonal micropropagation, Murashige and Skoog (MS) nut­rient medium appeared to be optimal supplemented with 6-benzylaminopurine (0.75 mg/l), adenine (0.05 mg/l), indole-3-acetic acid (IAA) (0.05 mg/l) and gibberellic acid (0.5 mg/l) on which the reproduction ratio on the 28th day ranged between 1:7 and 1:15. For recovery of plants from viral infection, virucide Ribavirin at concentration of 10 mg/l was added to the nutrient medium. The proposed nutrient medium for rhizogenesis, that contained IAA (0.5 mg/l) and indole butyric acid (IBA) (0.5 mg/l), allows to obtain the frequency of rhizogenesis up to 84–100%. Regenerated plants were adapted to the conditions in vivo on substrate peat : universal soil : perlite : sand in the ratio 2:1:1:1. The survival rate for peppermint varieties amounted to 96–100%. Conclusions. Biotechnological scheme was developed that permits to get healthy, purebred planting material and intensively propagate plants for supplying breeding programs of the Experimental Station for Medicinal Plants of the Institute of Agroecology and Environmental Management of the National Academy of Agrarian Sciences of Ukraine, among which such varieties as ‘Lebedyna pisnia’ and ‘Ukrainska pertseva’ were selected as the most promising for clonal micropropagation.

The article highlights summary of initial material introduction and of generation of sterile form of sugar sorghum, its ground germination capacity and viability of the seed in various fractions. This has scrutinized impact of various chemical reagents and expositions the yield of sterile and viable explants.